Ce page fournit des réponses aux questions fréquemment posées concernant la manipulation, l’évaluation, le transport, le stockage et le traitement des tissus cornéens et des milieux de conservation associés. L’objectif est de garantir l’application cohérente des meilleures pratiques afin de maintenir la qualité des tissus et la sécurité des patients.

La cornée n’est pas stérile et est prélevée dans un environnement non contrôlé sur le plan microbiologique. Pour décontaminer sans endommager l’endothélium, la procédure doit être réalisée avant l’incision et l’extraction. La méthode recommandée consiste à décontaminer le globe oculaire avec de la povidone iodée à 5 % avant la procédure.
Alternativement, si le globe oculaire entier est prélevé chez le donneur, une décontamination supplémentaire avec de la povidone iodée à 5 % peut être réalisée à la banque des yeux avant l’excision de la cornée.

Il est recommandé d’évaluer immédiatement l’état de la cornée à son arrivée afin de déterminer son aptitude à la transplantation. Les cornées jugées non conformes doivent être réaffectées à des usages non transplantables ou éliminées.
Selon l’Association Européenne des Banques d’Yeux, « l’examen à la lampe à fente est obligatoire et, si possible, l’endothélium doit être examiné pour estimer la densité cellulaire endothéliale (DCE) ». [EEBA Technical Guidelines for Ocular Tissue (TGOT), Rév.11, §2.3].
De plus, la mortalité endothéliale peut être évaluée à l’aide d’une coloration au Bleu de Trypan.
Il est suggéré de rincer la cornée par une immersion douce dans la solution de rinçage PSS-L avant l’examen.

La méthode validée et recommandée consiste à transporter la cornée dans un milieu réfrigéré à 2–8°C à l’aide du Corneal Chamber.
Si une autre méthode s’avère nécessaire et que le Tissue-C est utilisé immédiatement après le prélèvement, il est préférable de transporter la cornée à température ambiante en réduisant autant que possible le temps de transport. Toutefois, il est essentiel de transférer la cornée dans un second flacon de Tissue-C à son arrivée à la banque des yeux. Cette étape est cruciale pour éviter une exposition prolongée aux débris et contaminants présents dans le premier flacon, issus notamment de l’environnement non stérile lors du prélèvement, réduisant ainsi considérablement le risque de contamination.

Avant utilisation, décongeler la solution au réfrigérateur (2–8°C) pendant une nuit, ou à température ambiante (20–25°C) pendant un maximum de 4 heures jusqu’à décongélation complète, ou dans un bain-marie à 37±2°C pendant un maximum de 30 minutes. Après décongélation, agiter la solution.
Le bain-marie à 37°C comporte des risques de fluctuations de température et de contamination des flacons. Toujours désinfecter les flacons avec de l’isopropanol avant utilisation.
Si d’autres méthodes de décongélation sont utilisées, il est important de s’assurer que la température ne dépasse pas la limite recommandée et que le temps de décongélation est validé, afin de ne pas endommager le milieu de conservation.

Non, la recongélation n’est pas autorisée. Après décongélation, le milieu peut être conservé au réfrigérateur pendant 24 heures maximum avant utilisation.

Cette méthode est fortement déconseillée en raison du risque de contamination. Un composant stérile (Cornealfloat) est fourni pour maintenir la cornée en suspension de manière sûre dans le milieu.

Le volume minimum validé est de 80 mL de Tissue-C.

Le Bleu de Trypan peut être utilisé pour évaluer la qualité de la cornée, mais doit être utilisé avec précaution. Le protocole validé est une concentration de 0,25 % en solution saline pendant 30 secondes (ne jamais dépasser 60 secondes).

La cornée doit être stockée et transportée à température ambiante.

1. La désinfection de la cornée du donneur, effectuée par immersion du tissu dans 40 mL d’une solution d’iode à 1 % pendant 3 minutes sous une hotte à flux laminaire, suivie d’un rinçage avec du sérum physiologique, a démontré une réduction des taux de contamination de 73 % à seulement 4 %.
2. Pels et Vrensen ont conclu que l’immersion des yeux humains de donneurs dans une solution de PVP-I à 5 mg/ml pendant 2 minutes réduit significativement la contamination microbienne des cornées sans pénétration significative de l’iode dans les couches cornéennes.
3. Des mesures de décontamination telles que le traitement à la povidone iodée et l’ajout d’antibiotiques au milieu de conservation diminuent la fréquence de la croissance microbienne.
4. Un environnement aseptique pour l’énucléation du donneur, similaire à une procédure chirurgicale, ne semble pas influencer la colonisation microbienne. L’étape la plus efficace pour décontaminer les yeux de donneurs est l’utilisation d’une solution de povidone iodée à 0,75 % pendant au moins 3 minutes.
5. Parmi les antiseptiques, la PVPI possède la propriété particulière d’agir sur les bactéries, les champignons et les virus. Utilisée à une concentration de 5 mg/ml (0,5 %) pendant deux minutes, elle réduit de moitié la contamination oculaire sans provoquer de dommages à la cornée. Une immersion de 5 minutes permet d’atteindre des taux de décontamination bactérienne de 86 % à 100 %, avec un niveau de confiance de 95 %.
6. Étant donné que les tissus cornéens provenant de donneurs décédés sont généralement porteurs de contaminants microbiens et/ou fongiques, une procédure de décontamination standard est indispensable avant l’énucléation du globe oculaire ou l’excision du bouton cornéo-scléral afin de réduire le taux de contamination. Méthode de l’étude : solution de povidone–iodée (Oftasteril) à 5 % pendant 2 minutes.

1. Badenoch P, Alfrich S, Wedding T, Coster D. Decontamination Method for Donor Corneas. Br J Ophthalmol. 1988;72:225-227.
2. Pels E, Vrensen GFJM. Microbial decontamination of human donor eyes with povidone-iodine: Penetration, toxicity, and effectiveness. Br J Ophthalmol. 1999;83(9):1019-1026.
3. Zanetti E, Bruni A, Mucignat G, Camposampiero D, Chiara Frigo A, Ponzin D. Bacterial Contamination of Human Organ-Cultured Corneas. Cornea. Published online 2005.
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5. de Faria e Sousa SJ, de Faria e Sousa SB. Eye bank procedures: Donor selection criteria. Arq Bras Oftalmol. 2018;81(1):73-79.
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